7．生物电、活性观察法对动物体各种生物电用电生理记录仪进行观察记录，如心电、肌电、脑电等；对动物组织中各种活动物质用生物化学法测定，如各种酶，激素等。
动物实验的基本操作技术方法，根据实验顺序分述如下：
正确的抓取固定动物，是为了不损害动物健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，保证实验顺利进行。抓取固定动物的方法依实验内容和动物类而定。抓取固定动物前，必须对各种动物的一般习性有所了解，抓取固定时既要小心仔细，不能粗暴，又要大胆敏捷，确实达到正确抓取固定动物的目的。
（三）蛙类的抓取固定方法
（五）兔的抓取固定方法
1、2、3均为不正确的抓取方法（1．可损伤两肾，2．可造成皮下出血，3．可伤两耳），4、5为正确的抓取方法。颈后部的皮厚可以抓，并用手托兔体。
（六）狗的抓取固定方法
图11－9狗嘴捆绑法
动物在实验前常常需要作适当的分组，那么就要将其标记使各组加以区别。标记的方法很多，良好的标记方法应满足标号清晰、耐久、简便、适用的要求。
常用的标记法有染色、耳缘剪孔、烙印、号牌等方法。
（一）颜料涂染
图11-10颜色被毛涂擦标记法
（二）烙印法
（三）号牌法
对猴、狗、猫等大动物有时可不做特别标记，只记录它们的外表和毛色即可。
动物实验时，常常需要将选择好的实验动物，按研究需要分成若干个组，分组时为了避免人为的因素影响常应用随机数字表进行完全随机化的分组。
动物编号１２３４５６７８９１０１１１２１３１４随机数目１６２２７７９４３９４９５４４３５４８２１７３７９３２３归组ＢＢＡＢＡＡＢＡＢＢＡＡＡＡ
Ａ组：３５６８１１１３１４Ｂ组：１２４１２７９１０
动物号码１２３４５６７８９１０１１１２１３１４１５随机数目１８６２４０１９１２４０８３９５３４１９４４９１６９０３３０除了后的余数３２１１３１２２１１２１３３３归组ＣＢＡＡＣＡＢＢＡＡＢＡＣＣＣ
要使三组的动物数相等，须把原归A组的6只动物中的1只改配到B组去。可以随机数字表继续按斜角线抄录一个数字，得60，以6除之，除尽（相当于余数为6），就可以把第六个A（即12号）动物改为B组。调整后各组的动物编号如下：
Ａ组：３４６９１０Ｂ组：２７８１１１２Ｃ组：１５１３１４１５
动物的被毛常能影响实验操作和结果的观察，因此实验中常需去除或剪短动物的被毛。除毛的方法有剪毛、拔毛和脱毛三种。
⑵依次剪毛，不要乱剪；
⑶剪下的毛集中放在一个容器内，勿遗留在手术野和兔台周围，以保证手术野的清洁和防止注射器等夹毛。
脱毛：脱毛系指用化学药品脱去动物的被毛，适用于无菌手术野的准备以及观察动物局部皮肤血液循环和病理变化。
常用脱毛剂的配方：
⑴硫化钠3g、肥皂粉1g，淀粉7g，加水适量调成糊状。
⑶硫化钠8g，溶于100ml水中。
使用以上各种脱毛剂，都应事先剪短被毛，以节省脱毛剂，并减少对皮肤的刺激反应，应用时用棉球蘸脱毛剂，在所需局部涂一薄层，2-3分钟后，用温水洗去脱落的被毛，以纱布擦干局部，涂一层油脂即可。
（一）皮下注射
（二）皮内注射
（四）腹腔注射
（五）静脉注射
3．狗：狗静脉注射多选前肢内侧皮下头静脉（图11-14）或后肢小隐静脉（图11-15）注射。注射前由助手将动物侧卧，剪去注射部位的被毛，用胶皮带扎紧（或用手抓紧）静脉近端，使血管充盈，从静脉的远端将注射针头平行刺入血管，待有回血后，松开绑带（或两手），缓缓注入药液。
图11-14狗前肢头静脉注射
图11-15狗后肢小隐静脉注射
图11-16蛙腹壁静静注射
几种常用的动物不同给药途径的注射量可参考表11-1。
表11-1几种动物不同给药途径的常用注射量（毫升）
（六）淋巴囊注射
图11-17蛙全身淋巴囊分布
（七）经口给药
图11-18狗灌胃方法
（八）其它途径给药
3．脊髓腔内给药此法主要用于椎管麻醉或抽取脑脊液。
图11-19狗小脑延髓池给药
表11-2常用实验动物的最大给药量和使用针头规格
（一）动物给药量的确定
2．植物药粗制剂的剂量多按生药折算。
（二）实验动物用药量的计算方法
计算方法：兔每kg体重需注射1g，注射液为20％，则氨基甲酸乙酯溶液的注射量应为5ml/kg体重，现在兔体重为1.8kg，应注射20%氨基甲酸乙酯溶液用量=5×1.8=9ml。
解：0.061×168+0.0128×55.0.1529=1.576m2
（1）直接计算法即按：
[img]/assets/zyimg/shu/shiyandongwukexue/shiyandongwukexue058.jpg[alt][/alt][/img]
250mg/kg的剂量如改以mg/m[SB]2[/SB]表示，即为：
[img]/assets/zyimg/shu/shiyandongwukexue/shiyandongwukexue059.jpg[alt][/alt][/img]
[img]/assets/zyimg/shu/shiyandongwukexue/shiyandongwukexue060.jpg[alt][/alt][/img]
（2）按mg/kg折算mg/m2转换因子计算
例：同上
解：按
[img]/assets/zyimg/shu/shiyandongwukexue/shiyandongwukexue061.jpg[alt][/alt][/img]计算出狗的适当试用剂量。mg/kg的相应转移因子可由表11-3查得。（即为按mg/m2计算的剂量）。
[img]/assets/zyimg/shu/shiyandongwukexue/shiyandongwukexue062.jpg[alt][/alt][/img]
[img]/assets/zyimg/shu/shiyandongwukexue/shiyandongwukexue063.jpg[alt][/alt][/img]
于是[img]/assets/zyimg/shu/shiyandongwukexue/shiyandongwukexue064.jpg[alt][/alt][/img]（狗的适当试用剂量）。
表11-3进行不同种类动物间剂量换算时的常用数据
(5)按人与各种动物以及各种动物之间用药剂量换算
已知A种动物每kg体重用药量，欲估算B种动物每kg体重用药剂量时，可先查第422页表11-5，找出折算系数（W），再按下式计算：
B种动物的剂量(mg/kg)=W×A种动物的剂量(mg/kg)
在一些动物实验，特别是手术等实验，为减少动物的挣扎和保持其安静，并便于操作，常对动物采用必要的麻醉。由于动物种属间的差异等情况，所采用的麻醉方法和选用的麻醉剂亦有不同。
(一)常用的麻醉剂
动物实验中常用的麻醉剂分为三类，即挥发性麻醉剂、非挥发性麻醉剂和中药麻醉剂。
（二）动物的麻醉方法
1．全身麻醉
（2）腹腔和静脉给药麻醉法
表11-6常用麻醉剂的用法及剂量
2．局部麻醉
⑴猫的局部麻醉一般应用0.5-1.0%盐酸普鲁卡因注射。粘膜表面麻醉宜用2%盐酸可卡因。
⑵兔在眼球手术时，可于结膜囊滴入0.02%盐酸可卡因溶液，数秒钟即可出现麻醉。
3．麻醉注意事项
⑶作慢性实验时，在寒冷冬季，麻醉剂在注射前应加热至动物体温水平。
实验研究中，经常要采集实验动物的血液进行常规检查或某些生物化学分析，故必须掌握血液的正确采集、分离和保存的操作技术。
采血时要注意：⑴采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25-28℃，冬季，15-20℃为宜；⑵采血用具有采用部位一般需要进行消毒；⑶采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥；⑷若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂。现将采用血方法按动物和部位分别加以介绍。
不同动物采血部位与采血量的关系可参考表11-7。
表11-7不同动物采血部位与采血量的关系
1.割(剪）尾采血
4.断头取血
5.心脏采血
6.颈动静脉采血
8.股动（静）脉采血
1.耳缘剪口采血
2.心脏采血
4.背中足静脉取血
（三）兔采血法
1.耳静脉采血
3.心脏取血
5.股静脉、颈静脉取血
先作股静脉和颈静脉暴露分离手术
（四）狗、猫采血法
1.后肢外侧小隐静脉和前肢内侧下头静脉采血
采集前肢内侧皮下的头静脉血时，操作方法基本与上述相同。一只狗一般采10-20ml血并不困难。
3.心脏采血
4.耳缘静脉采血
5.颈静脉
猫的采血法基本与狗相同。常采用前肢皮下头静脉、后肢的股静脉、耳缘静脉取血。需大量血液时可从颈静脉取血。方法见前述。
（五）猴采血法
与人类的采血法相似，常用者有以下几种：
2.静脉采血最宜部位是后肢皮下静脉及外颈静脉。后肢皮下静脉的取血法与狗相似。
（六）羊的采血方法
（一）兔、狗颈部手术
2.动物麻醉一般作局部浸润麻醉，在颈部正中线皮下注1%普鲁卡因，亦可选用20%乌拉坦作全身麻醉。
3.气管及颈部血管神经分离术
4.气管及颈部血管插管术
在前述分离术的基础上，按需要选作下列插管术。
⑶颈外静脉插管术：颈外静脉可用于注射、输液和中尽静脉压之测量。血管套管插入方法与股静脉相似，现将用于中心静脉压测量的插和作一简介：
（二）兔、狗股部手术
狗、兔等动物手术方法基本相同。现以兔为例其基本步骤如下：
1.动物背位固定于兔台上，腹股沟部剪毛。
（一）针刺
（二）注射强心剂
当动物注射肾上腺素后，如心脏已搏动但极为无力时，可从静脉或心腔内注射1%氯化钙5ml。钙离子可兴奋心肌紧张力，而使心肌收缩加强，血压上升。
（六）人工呼吸
有条件时，当动物呼吸停止，而心搏极弱或刚停止时，可用5%CO[XB]2[/XB]和60%O[XB]2[/XB]的混合气体进行人工呼吸，效果更好。
（一）蛙类
操作过程中要防止毒腺分泌物射入实验者眼内。如被射入时，即需立即用生理盐水冲洗眼睛。