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2016.12.01
生理学实验主要以动物为实验对象，为了能获得满意的实验结果，应对动物品系特性有所了解。
实验动物系指供生物医学实验而科学育种、繁殖和饲养的动物。高质量的实验动物是指通过遗传学与微生物学的控制，培育出来的个体；其具有较好的遗传均一性、对外来刺激的敏感性和实验再现性。
（一）青蛙与蟾蜍
两者均属于两栖纲，无尾目。蟾蜍和青蛙是教学实验中常用的小动物。其心脏在离体情况下仍可有节奏地搏动很久，可用于心功能方面的实验。蛙舌与肠系膜是观察炎症和微循环变化的良好标本。此外，蛙类还能用于水肿和肾功能不全的实验。
（二）小白鼠
属于哺乳纲，啮齿目，鼠科。其繁殖周期短、产仔多、生长快，饲料消耗少，温顺易捉，操作方便，又能复制出多种疾病模型，是药学实验中用途最广泛和最常用的动物。
（三）大白鼠
亦属鼠科。性情不像小白鼠温顺。受惊时表现凶恶，易咬人。雄性大白鼠间常发生殴斗和咬伤。具有小白鼠的其他优点，故在药学实验中的用量仅次于小白鼠。
（四）豚鼠
豚鼠又名天竺鼠、荷兰猪。原产于欧洲中部。属于哺乳纲，啮齿目，豚鼠科。性情温顺，胆小。不咬人也不抓人。豚鼠可分为短毛、长毛和刚毛3种。短毛种豚鼠的毛色光亮而紧贴身，生长迅速，抵抗力强，可用于实验。其余两种对疾病非常敏感，不宜用于实验。
（五）家兔
家兔属于哺乳纲，啮齿目，兔科，为草食哺乳动物。家兔性情温顺、怯懦、惊疑、胆小，是常用的实验动物。家兔品种很多，在实验室中常用的有：
（1）青紫蓝兔：体质强壮，适应性强，易于饲养，生长较快。
（2）中国本兔（白家兔）：抵抗力不如青紫蓝兔强。
（3）新西兰白兔：是近年来引进的大型优良品种，成熟兔体重在4～5.5kg。
（4）大耳白兔：耳朵长大，血管清晰，皮肤白色，但抵抗力较差。
（六）狗
狗属于哺乳纲，食肉目，犬科。狗的嗅觉很灵敏，对外环境的适应力强；血液、循环、消化和神经系统等均很发达，与人类很相近。狗喜欢接近人，易于驯养。经过训练能很好地配合实验。因而广泛适用于许多系统的急、慢性实验研究，是最常用的大动物。
实验动物学成为一门学科，是近几十年才发展起来的。本世纪20年代才开始培育近交系动物。因此，关于实验动物品系的分类命名，尚待统一明确。
（一）按遗传学特征分类
1、近交系近交系一般是指采用20代以上的全同胞兄弟姐妹或亲子（子女与年青的父母）进行交配，而培育出来的遗传基因纯化的品系。因全同胞兄弟姊妹交配较为方便而多被采用。如以杂种亲本作为基代开始采用上述近交方式，至少要连续繁殖20代才初步育成近交系。因到此时基本接近纯化，品系内个体间差异很小。一般用近交系数（F）代表纯化程度，全同胞兄弟姊妹近交一代可使异质基因（杂合度）减少19％，即纯化程度增加19％。全同胞兄妹或亲子交配前20代纯合度的理论值可达F＝98.6％。然而纯与不纯仅从近交系数来说明并不足为凭，还要用许多检测遗传学纯度的方法加以鉴定。人们曾经习惯用“纯种”称呼近交系。
到1980年为止，近交系小白鼠已有250个品系。小白鼠、大白鼠等一些实验动物的近交系的育成，大大促进了生物医学实验研究的发展。尤其对于肿瘤研究的进展起到更重要的作用。
2、突变品系在育种过程中，由于单个基因的突变，或将某个基因导入，或通过多次回交“留种”，而建立一个同类突变品系。此类个体中具有同样遗传缺陷或病态。如侏儒、无毛、肥胖症、肌萎缩、白内障、视网膜退化等等。现已培育成的自然具有某些疾病的突变品系有：贫血鼠、肿瘤鼠、白血病鼠、糖尿病鼠、高血压鼠和裸鼠（无胸腺无毛）等等。这些品系的动物大量应用于相应疾病的防治研究，具有重大的价值。
3、杂交一代由两个近交系杂交产生的子一代称为杂交一代。它既有近交系动物的特点，又获得了杂交优势。杂交一代具有旺盛的生命力、繁殖率高、生长快、体质健壮、抗病力强等优点。它与近交系动物有同样的实验效果。杂交一代又称为系统杂交性动物。
4、封闭群在同一血缘品系内，不以近交方式，而进行随机交配繁衍，经5年以上育成的相对维持同一血缘关系的种群。我国已大量繁殖封闭群新西兰白兔和封闭群青紫蓝兔，可用于教学科研实验。
5、非纯系即一般任意交配繁殖的杂种动物。杂种动物具有旺盛的生命力，适应性强、繁殖率高、生长快，易于饲养管理。其个体差异大、反应性不规则、实验结果的重复性差。但其中包含有最敏感的和最不敏感的两种极端的个体，适用于筛选性实验。杂种动物比较经济，在教学实验中最常用。
（二）按微生物学特征分类
1、无菌动物无菌动物是指体表、体内（包括皮肤、皮毛和消化系统、呼吸系统、泌尿系统、生殖系统、血液系统、循环系统等以及脑内）任何部位都检不出微生物、寄生虫的实验动物。
这种动物系在无菌条件下剖腹产取出，又饲养在无菌的；恒温、恒湿的条件下，食品饮料等全部无菌。
2、指定菌（已知菌）动物指定菌动物是人工将一种或几种菌给予无菌动物，使之带有已知的这种细菌。
3、无特殊病原体动物（Specificpathogenfreeanimal，SPF动物）这种动物带有已知的非病原微生物。
以上三种动物统称为悉生动物。因其繁殖饲养条件复杂，价格昂贵，故不适用于教学。但对某些新药研究具有极为重要的意义。
4、带菌动物即在一般自然环境中饲养的普通动物，其体表体内带有多种微生物，甚至带有病原微生物。因价格低，故实验教学中常用之。
根据不同的实验目的，选择使用相应的种属、品系和个体，是实验研究成败的关键之一。实验教学所用的动物数量较少，因而实验动物选择正确与否，则更为重要。
（一）种属的选择
在选用实验动物时，尽可能选择其结构、功能和代谢特点接近于人类的。不同种属的动物对于同一致病刺激和病因的反应也不同。例如：过敏反应或变态反应的研究宜选用豚鼠。因为豚鼠易于致敏。动物对致敏物质的反应程度的强弱大致为：豚鼠>家兔>狗>小白鼠>猫>青蛙。因家兔体温变化灵敏，故常用于发热、热原检定、解热药和过热的实验。狗、大白鼠、家兔常用于高血压的研究。肿瘤研究则大量采用小白鼠和大白鼠。
（二）动物品系的选择
同一种动物的不同品系，对同一致病刺激物的反应也不同。例如，津白Ⅱ号小鼠容易致癌。津白I号小鼠就不易致癌。再如，以嗜酸粒细胞为变化指标，C57BL小鼠对肾上腺皮质激素的敏感性比DBA小鼠高12倍。
（三）实验动物的个体选择
同一品系的实验动物，对同一致病刺激物的反应存在着个体差异。造成个体差异的原因与年龄、性别、生理状态和健康情况等有关。
1、年龄年幼动物一般较成年动物敏感。应根据实验目的选用适龄动物。动物年龄可按体重大小来估计。急性实验选用成年动物。大体上，成年小白鼠为20~30g；大白鼠为180~250g；豚鼠为450~700g；兔为2.0~2.5kg；猫为1.5~2.5kg；狗为9~15kg。慢性实验最好选用年轻一些的动物。减少同一批实验动物的年龄差别，可以增加实验结果的正确性。
2、性别实验证明，不同性别对同一致病刺激的反应也不同。一般雌性动物耐受性强，雄性动物对刺激比较敏感。除特殊要求，一般在实验研究中，宜选用雌雄各半。
3、生理状态动物的特殊生理状态，如妊娠、授乳期机体的反应性有很大变化。在个体选择时，应该予以考虑。
4、健康情况实验证明，动物处于衰弱、饥饿、寒冷、炎热、疾病等情况下，实验结果很不稳定。健康情况不好的动物，不能用做实验。
判定哺乳类动物健康状况的外部表征：
（1）一般状态：发育良好，眼睛有神，爱活动，反应灵活，食欲良好。（2）头部：眼结膜不充血，瞳孔清晰。眼鼻部均无分泌物流出。呼吸均匀，无罗音，无鼻翼扇动。不打喷嚏。
（3）皮毛：皮毛清洁柔软而有光泽，无脱毛，无蓬乱现象。皮肤无真菌感染表现。（4）腹部：不膨大，肛门区清洁无稀便，无分泌物。（5）外生殖器；无损伤，无脓痂，无分泌物。（6）爪趾：无溃疡，无结痂。
（一）家兔
兔性情驯良，较易捕捉。自笼内取出时，应用手抓住家兔颈部的被毛与皮肤，提离笼底。再以另一手托住其臀部，将其重心承托在掌上。切忌强提兔耳或某一肢体，强行从笼中拖出，兔脚爪锐利，谨防抓伤。
按实验要求，用兔台或兔盒固定家兔。
在需要观察血压、呼吸和进行颈、胸、腹部手术时，应将家兔以仰卧位固定于兔手术台上。方法是先在四肢绑好固定带，后肢系在踝关节以上，前肢系在腕关节以上，然后将兔仰卧位放在兔台上，头部放正，用棉绳穿过兔牙固定于金属杆上。
（二）大白鼠
大白鼠性烈，齿锋利，捕捉时要提防被它咬伤，从鼠笼捉拿时，可用海绵钳夹住其项背皮毛（切勿夹其尾巴）或戴厚手套，捉住其尾巴，提出置于实验台上，以左手握住其整个身体后进行操作。在数层厚布的保护下，左手将大白鼠压住，食指放在左前肢前，中指放在左前肢后，拇指置于右前肢后，将头部和上肢固定在手中，再用手掌和其余手指的力量将鼠身握住，右手进行操作。若需做手术，则在麻醉后将鼠绑在固定板上。
（三）小白鼠
小白鼠较大白鼠温和，但也要提防被它咬伤，一般不需戴手套捕捉，可用右手轻抓鼠尾，提起置于鼠笼上，将鼠尾略向后拉，用左手的拇指、食指和中指抓住小鼠两耳后项背部皮毛，以无名指及小指夹住鼠尾即可。也可在麻醉后固定于小鼠固定板上。
（四）蛙类
1、剪毛法用弯剪刀紧贴皮肤依次剪去被毛，并用湿纱布擦去剪好部位留下的毛，剪下的毛应集中放在一容器内，防止到处飞扬而影响手术野的清洁。切忌一手提起被毛，另一手剪，这样剪后留下的毛根长短不一，且易剪伤皮肤。也可用电剪去毛。
2、拔毛法一般用于家兔和狗的静脉注射。拔毛可刺激局部皮肤，有使血管扩张的作用。
3、剃毛法大动物慢性实验手术时需剃毛，剃前先将毛剪短，用刷子蘸肥皂水将需剃部位的毛刷湿，然后用剃须刀顺毛剃净被毛。
4、脱毛法用于动物无菌手术。脱毛处剪短被毛，用镊子夹棉球蘸脱毛剂在局部涂一薄层，2~3min后，温水洗去脱落的被毛，纱布擦干局部，涂一层凡士林即可。脱毛剂常用配方有：
（1）硫化钠3份：肥皂粉1份，淀粉7份，加水调成稀糊状。（2）硫化钠8g加水至l00ml，配成8%溶液。
（3）硫化钠8g，淀粉7%，糖4g，甘油5ml，硼砂1g，水75ml，配成糊状。以上适用于兔或鼠等动物脱毛。
（4）硫化钠10g，生石灰15g，溶于100ml水内，此方法适用于狗等大动物脱毛。
动物给药的途径和方法可根据实验目的、动物种类和药物剂型而定，常用的方法简介如下。
（一）经口给药
有口服与灌胃两种方法。口服法可将药物放入饲料或溶于饮水中，使动物自行摄取；为保证剂量准确，可应用灌胃法。现将小白鼠、大白鼠及家兔的灌胃法简介如下。
1、小白鼠按前述捉拿法用左手抓住动物，使腹部朝上，右手持灌胃器（由1~2ml注射器连接磨钝的注射针头构成），先从鼠口角处插入口腔，以灌胃针管压其上腭，使口腔和食道成一直线后，再把针管沿上腭徐徐送入食道，在稍有抵抗感时（此位置相当于食道通过膈肌的部位），即可注入药液。如注射顺利，动物安静，呼吸无异常；如动物强烈挣扎不安，可能针头未进入胃内，必须拔出重插，以免误注入气管造成窒息死亡。一次投药量一般为0.5ml左右。
2、大白鼠大白鼠灌胃方法与小白鼠相似，但采用安装在5~10ml注射器上的金属灌胃管（长6~8cm，直径1.2mm，尖端为球状的金属灌胃管）。
3、家兔兔灌胃系用导尿管配以一个木制张口器。灌胃时需两人合作。一人坐好，将兔的躯体和下肢夹在两腿之间，左手紧握双耳，固定头部，右手抓住前肢。另一人将兔用开口器横放于兔口中，并将兔舌压在张口器之下，再使导尿管通过张口器中部的小孔慢慢沿上腭插入食道16～20cm。为避免误入气管，可将胃管的外端放于清水杯中，若有气泡从胃管口逸出，应拔出再插，如无气泡逸出，表明导管在胃内，即可将药液注入，然后再注入少量清水，将胃管内药液冲入胃内，灌胃完毕后，先拔出导尿管，再取下张口器。
（二）注射给药
1、皮下注射
注射时用左手提起皮肤，右手将针刺入皮下，然后注药。
2、皮内注射
先在注射部位剪毛、消毒、然后用左手拇指和食指把皮肤按紧，在两指中间用细针头刺入皮下注药，如注射正确，则注药处可出现一白色小皮丘。
3、肌肉注射
应选肌肉发达的部位，一般多选臀部或股部、注时将针头迅速刺入肌肉，回抽如无回血，即可进行注射。
4、腹腔注射
常用于大鼠或小鼠给药。用左手捕捉固定动物，右手将注射针头自下腹部刺入皮下后，再穿过腹肌，缓缓注入药液，切勿刺入肝脏及肠腔。
5、静脉注射
（1）家兔：一般采用外侧耳缘静脉注射。注射时应先拔去注射部位的被毛，用手指轻弹兔耳，使静脉充盈，左手食指与中指夹住静脉的近心端，阻止静脉回流，用拇指和无名指固定耳缘静脉远心端，右手持针尽量从远端刺入，然后移动左手拇指固定针头，将药液注入
（2）小鼠和大鼠：一般采用尾静脉注射，大鼠尾部角鳞较多，注前需先刮去，鼠尾静脉有三根，两侧及背侧各一根，左右两侧尾静脉较易固定，应优先选择。注时先将动物固定在鼠筒或玻璃罩内，使鼠尾露出，在45℃~50℃热水中浸泡；或用二甲苯涂擦，使血管扩张，以左手食指压住鼠尾，拇指和中指（或无名指）夹住尾巴末端，右手持注射器连4号细针头。从尾下1/4处进针，如针确已在静脉内，则进药无阻，否则局部发白隆起，应拔出针头再移向前方静脉部位重新穿刺。
（3）狗：狗静脉注射多选择前肢内侧头静脉或后肢小隐静脉，注时应先剪去注射部位的被毛，用手压迫静脉近心端，使血管充盈，针自远心端刺入血管，固定针头，待有回血后，徐徐注入药液。
（4）蛙：将蛙仰卧位固定，沿腹中线稍左剪开腹肌翻转，可见腹静脉紧贴腹壁肌肉下行，将针刺入即可。
6、淋巴囊注射
蛙类皮下有数个淋巴囊，是蛙的给药常用途径，注时应从口腔底部刺入肌层，再进入胸皮下淋巴囊注药，抽针后药液才不易流出。
为减少疼痛，使动物安静，便于进行手术，需将动物麻醉。麻醉方法可分为局部麻醉和全身麻醉两种。
（一）局部麻醉
局部麻醉常用于表层手术。常用1%普鲁卡因溶液在手术切口部位作浸润注射。注射时，循切口方向把针头全插入皮下，先回抽一下针筒芯，无血液回流时，方可注入，取血。取血完毕后，换上刚才抽出的含有血液的肝素生理盐水注射器，直立将下沉的血液输回，然后向导管内注入含肝素为125u/ml的生理盐水，关闭三通活塞，留待下次取血。用远心端的血管结扎线将导管扎住固定。
1、慢性取血的方法
做完上述操作后夹住导管，取下三通活塞和钝针头，向导管内塞入一段磨钝的大头针或回形针约5mm。在两耳后的颈部皮肤上切一小口，伸入血管钳直至颈部皮下，夹住有塞子的导管端拉出，露在体外2~3cm，如此可在动物清醒活动的状态下取血。每日用肝素生理盐水冲洗1~2次。
2、股静脉或股动脉取血
在大鼠或豚鼠的股部三角区找出股动脉、股静脉，用上述方法插入导管取血，并可将导管另一端留置背部露出体外以反复采血。也可向暴露的股部和颈部血管直接穿刺取血，但易造成出血或取血失败，不如插管妥当。
3、下腔静脉取血
供一次大量采血用。动物仰卧，在剑突下做一横切口，腹正中线作一纵切口，切开腹壁，将肠袢拉向动物的左侧，暴露下腔静脉，用盛有抗凝剂的注射器直接穿刺取血，也可事先肝素化后取血（大鼠仰卧时，切开小腿前部皮肤，皮下即可见静脉，由此注入肝素）。300g的大鼠可抽得10ml血。小鼠可取得lml血。
4、心脏取血
动物仰卧，剪去胸前区毛，左手食指在左侧第3~4肋间触到心尖搏动，右手用连有针头的注射器，于心搏最强处穿刺。由于心脏跳动血液进入注射器。多用于豚鼠。
5、尾尖取血
供小量反复采血之用。动物麻醉后，将尾尖剪去1~2mm（小鼠）或5mm（大鼠）。从尾根部向尾尖部按摩，血即从断端流出。事先将鼠尾浸在45℃~50℃热水中使血管扩张，可取得较多的血。
6、眼球后静脉丛取血
用10cm长的玻璃管，一端烧制拉成直径1~1.5mm的毛细管。将玻管浸入1%肝素溶液，干燥后使用。取血时左手抓住鼠两耳之间的皮肤使头固定，轻轻压迫颈部两侧，以阻碍头部静脉回流，使眼球充分外突，球后静脉丛充血。右手持玻管，将管尖插入内眦部，向眼底方向旋转插入4~5mm即切开球后静脉丛，血液自行流入管内，拔出玻管，放松左手，出血即停止。数分钟后可在同一穿刺孔重复取血。小鼠一次可采得血0.2ml，大鼠0.5ml。
（二）家兔
1、耳缘静脉或耳中央动脉取血
拔去血管表面皮肤的毛，轻弹耳壳，或用二甲苯涂抹皮肤使血管扩张。用注射器可从耳中央动脉取得数毫升血。也可用针头刺破耳缘静脉末梢端待血液流出时取血。
2、颈外静脉或股静脉取血
方法同大鼠。但兔的中心静脉压低于大气压，颈外静脉插管时必须夹住近心端。
3、后肢小隐静脉取血
令兔仰卧固定，小腿上端扎橡皮管，小腿外侧皮下可见充盈的静脉，经皮穿刺可以取血。
第三肋间胸骨左缘3mm处将针头垂直刺入心脏，血即进入注射器。一次可取血20~25ml。
（三）狗
（1）前肢皮下头静脉或后肢小隐静脉经皮穿刺取血。不宜多次取血。（2）暴露股静脉或颈外静脉，直接穿刺或插管。可多次取血。
（一）兔、狗颈部手术
包括颈外静脉、颈总动脉和气管的暴露、分离和插管术。其步骤如下：
1、剪毛
动物仰卧固定，用粗剪刀或电推剪除颈部的毛。
2、局部麻醉
在颈部正中皮下注射1%普鲁卡因2~3ml。
3、皮肤切口
用左手拇指和食指撑干皮肤，右手持手术刀，切开颈部正中皮肤，上起甲状软骨，下达胸骨上缘。
4、颈部血管和气管的暴露与分离
（1）颈外静脉：位于胸锁乳突肌外缘。仔细分离1.5~2cm长，穿两条线于其下备用。
（2）气管：用血管钳分离颈部正中的肌群即可见气管。在其下穿一条较粗的线备用。
（3）颈总动脉：位于气管两侧，分离覆于气管上的胸骨舌骨肌和侧面斜行的胸锁乳突肌，深处可见颈动脉鞘。细心分离鞘膜，即见搏动的颈总动脉和神经。分离出2~3cm长的颈总动脉在其下穿两根线备用。
5、颈外静脉插管术
颈外静脉插管用于注射、取血、输液和中心静脉压测量。导管的准备：取长短适当的塑料管或硅胶管，插入端剪成斜面，另一端插入粗细适当的钝针头，针座上连接三通活塞。用盛有稀肝素生理盐水（20u/m1）的注射器插入三通活塞。将肝素生理盐水充满导管，关闭活塞。
插管时先用动脉夹夹住静脉近心端，待静脉充盈后再结扎远心端。用眼科剪在静脉上靠远心端结扎处呈45°角剪一小口（约为管径的1/3或1/2），插入导管。用已穿好的线打一个结，取下动脉夹，将导管送入至所需的长度。测量中心静脉压时，兔需插入5~7cm，此时导管口在上腔静脉近右心房入口处。打好第二个结，并将远心端结扎线围绕导管打结使之固定。
6、气管插管术
在甲状软骨下0.5~1cm处两个软骨环之间剪一个口，再向头端作一小的纵切口，使呈“┷”形，需防止血液流入气管内。向肺方向插入Y形玻璃管作为气管插管，用已穿好的线扎住，再在导管的侧管上打结，防导管滑出。
7、颈总动脉插管术
做测量动脉压或放血用。导管的准备同颈外静脉导管。结扎动脉远心端，用动脉夹夹住近心端，两端的距离尽可能长。用眼科剪在靠远心端结扎处的动脉上呈45°角剪一小口，约为管径的l/3或1/2，插入动脉导管。插塑料导管时，插入后用已穿好的线打一个结，其松紧以放开动脉夹后不致出血为度。小心慢慢放开动脉夹，如有出血，即将线扎得紧些，但不要太紧以免影响导管拉动。将导管送入约2~4cm，结扎得更紧一些使导管不致脱出。用远心端的结扎线围绕导管打结使固定。
（二）兔、狗股部手术
股部手术是为了分离股动脉、静脉并进行插管，供放血、输血、输液及注射药物之用。其步骤如下：
①仰卧固定，在股三角区剪毛。②用手触摸股动脉搏动，辨明动脉走向。在该处作局麻后，沿动脉走行方向在皮肤上作3~5cm长的切口。③用血管钳分离皮下组织及筋膜，即看到股动脉、股静脉和神经。三者的位置由外向内依次为股神经、股动脉、股静脉。股动脉位置在中间偏后，恰被股神经和股静脉所遮盖。④分出股神经，然后再分离股动脉、股静脉。⑤血管插管方法同颈总动脉插管术。
急性动物实验结束后，常需将动物处死。另外，因采取脏器、组织等特殊需要也常处死动物。处死方法随动物种类而异。
（一）大白鼠和小白鼠的处死方法
1、脊椎脱臼法：右手抓住鼠尾用力后拉，同时左手拇指与食指用力向下按住鼠头，将脊髓拉断，鼠立即死亡。
2、断头法：在鼠颈部用剪刀将鼠头剪掉，鼠因断头和大出血而死。
3、打击法：右手抓住鼠尾并提起，用力摔击鼠头（也可用小木锤用力打击鼠头）使鼠致死。
（二）狗、猫、兔、豚鼠的处死方法
1、空气栓塞法：向动物静脉内注入一定量空气，使之发生空气栓塞而致死。静脉内注入空气的量为：兔、猫约20~40ml；狗约80~150ml。
2、急性放血法：自动脉（颈动脉或股动脉）快速放血，使动物迅速死亡。3、破坏延脑法：实验中如已暴露脑髓，可用器具破坏延脑使动物死亡。4、开放气胸法：将动物开胸，造成开放性气胸，导致肺萎陷使动物窒息死亡。5、化学药物致死法：常用静脉内快速注入过量KCl，使心脏骤停致死。6、过量麻醉致死法：静脉内注入过量麻醉药使动物致死。