哺乳动物核移植技术研究进展哺乳动物核移植是将外源的一个细胞核与一个去核卵母细胞结合，产生遗传上同质的动物的技术。它在动物育种、制备转基因动物、基因治疗及器官移植等方面具有重大的作用。
1、供体核的获得
供体核可以是早期胚胎细胞、胚胎千细胞和体细胞。早期都采用合子核到64细胞期的胚胎细胞核质体分裂球作供体细胞核，80年代开始，随着胚胎干细胞（embryostemcells，ES）的建立和对其研究的深入，人们对胚胎干细胞在核移植方面的应用前景寄予厚望，但ES建系太困难，仅在小鼠上获得成功。TeruhikoWakayama等利用ES系克隆小鼠，结果有29%的重构胚在体外能发育到囊胚阶段，移植给假孕小鼠有8%胚胎附植并产下小鼠。1997年Dolly羊的出现，开始了体细胞的核移植，并发展很快。
（1）胚细胞
（2）体细胞
2、受体细胞去核
作为细胞核移植的受体细胞主要有三类：去核的卵母细胞、受精卵和2-细胞胚胎，其中卵母细胞应用最为广泛。有人用两个去核卵母细胞融合后产生的胞质作为受体进行各代核移植，以增核移植胚胎的细胞数和提高继代移植效率。研究证明，体外成熟培养的卵母细胞核移植成功率不如体内成熟的卵母细胞，其原因可能是卵母细胞在体外成熟过程中，需要合成一些蛋白质来完成第一次减数分裂，体外成熟的一些卵母细胞其活动有可能受到抑制。
（1）盲吸法
（2）半卵法
用微细玻管针在透明带上做一切口后，用微细玻管吸去一半染色质至另一半空透明带内，即将卵母细胞分为两半，然后用Hoechst33342染色，确定不含染色体的一半为细胞质受体。其操作方法如下，将卵母细胞移入35mm含有mPBSA（磷酸缓冲液，其中有D-葡萄糖1000mg/l、丙酮酸36mg/l、0.4%牛血清白蛋白、1%青霉素和链霉素10000μg/ml）的皮氏培养皿中进行显微操作，首先分两步进行分割透明带，即先在透明带上切一小口，然后用另一切割针扩大切口，从而分割透明带。透明带被切除后转移到含有mPBSA+5μg/ml细胞松弛素B的35mm的皮氏培养皿中作用3一5min，然后用固定针(内径为透明带的l/5一1/3，外径接近透明带的直径）固定，分割针进入透明带的隙口中并将该针固定在靠着透明带的地方，缓慢吸取卵母细胞液，当分割针中吸取了一半卵母细胞液时，这时将该针从卵黄隙中移出，并靠着透明带切割边缘轻微地擦过以达到完全的分割，将其针中的卵母细胞液移入准备好了的空透明带中，并用Hoechst33342染色，荧光显微镜下观察不发荧光的作为受体卵母细胞。
（3）离心去核
Tatham等以15000g、2min离心牛卵母细胞，用链霉蛋白酶去除卵母细胞透明带（ZP），经渗透压梯度离心，MⅡ期纺锤体可从大多数卵母细胞中分开，把无透明带的去核胞质作核移植的供质，同分裂球聚集经电融合成核移植胚，最后放入藻酸钠假透明带中，能在体外卵裂和发育，但其效果还有待于进一步研究。
（4）末Ⅱ期去核法
Bordignon等提出把卵母细胞先激活使之处于末Ⅱ期，在排出第二极体时吸出第二极体及周围的少量细胞质，从而达到去核。这种方法避免使用DNA染料和经紫外线照射来定位染色体，并且去除的细胞质相对较少。该去核方法比MⅡ期去核的成功率有显著提高，但这种细胞质容易老化，是否能对基因组完全重排序，顺利完成后期发育，有待于研究。
3、核卵重组
4、细胞融合与激活
对兔卵电融合完成后，卵母细胞也因电刺激受到激活从而开始新的编程和发育，但对小鼠、大鼠和牛等还需进一步充分的激活才能获得发育。其方法有化学和电激活两种，化学激剂有7%乙醇、Ionomycin（离子霉素）、钙离子载体A23187，采用Ionomycin激活后再用6-DMAP处理3h，可避免出现PCC（早熟染色体凝集），并增加羊重构胚的发育率及出生率。