1、动物实验研究中动物选择的基本原则选择实验动物的原则选择实验动物的原则一、相似性原则一、相似性原则二、特异性原则二、特异性原则三、适宜规格的原则三、适宜规格的原则四、标准化原则四、标准化原则五、经济易获性原则五、经济易获性原则六、借鉴与法规六、借鉴与法规一、相似性原则一、相似性原则尽量选用与人体结构、功能、代谢及疾病特征相似的动物。目的：对动物和人类疾病进行类比研究，解决人类疾病的预防和治疗问题。因此，动物的进化程度在选择实验动物时应是首先考虑的问题。两基因组的DNA序列相似性达99%；基因相似程度达到96%；人类只比黑猩猩多50个特殊基因。从进化的角度看，非人灵长类动物与人最为近似。从进化
2、的角度看，非人灵长类动物与人最为近似。分析显示黑猩猩与人类基因相似程度达到分析显示黑猩猩与人类基因相似程度达到96%(2005.96%(2005.9.2)9.2)。动动物物相相似似点点小鼠老龄肝变化大鼠脾脏，老龄胰变化，老龄脾变化兔脾脏血管，脾脏，免疫，神经分布，鼓膜张肌豚鼠脾脏、免疫猫脾脏血管，蝶骨窦，表皮，锁骨，硬膜外，脂肪分布，鼓膜张肌狗垂体血管，肾动脉，脾脏，脾脏血管，蝶骨窦，肾脏血管，肝脏，表皮，核酸代谢，肾上腺神经分布，精神变化猪心血管分支，红细胞成熟，视网膜血管，胃肠道，肝脏，牙齿，肾上腺，皮肤，雄性尿道绵羊脾脏血管，汗腺山羊静脉管灵长类脑血管，肠循环（猩猩），胎盘循环，胰
3、管，牙齿，肾上腺，神经分布，核酸代谢，坐骨区（新世界猴），脑（大猩猩），生殖行为，胎盘，精子牛升结肠马肺血管，胰管，肝脏人和实验动物在解剖、生理及代谢方面的相似点人和实验动物在解剖、生理及代谢方面的相似点建立人类疾病动物模型，可以下面几个方面将实验动物与人进行比较：1.结构和功能的相似性2.年龄状态的相似性3.生态或健康状况的相似性4.疾病特点的相似性5.操作实感的相似性二、标准化原则二、标准化原则尽量选用符合国家标准的实验动物尽量选用符合国家标准的实验动物标准化动物标准化动物系遗传背景明确，具有已知菌丛和模型性状显著且稳定的动物。实验动物质量合格证，是标准化实验动物的标志。
4、动物购买：具有动物生产和质量合格证的单位。三、特异性原则1尽量选用解剖、生理特点符合实验目的要求的动物，是保证实验成功的关键因素。很多实验动物具有某些解剖生理特点，为实验所要观察的器官或组织等提供了很多的便利条件，如能适当使用，将减少实验准备方面的麻烦，降低操作难度，使实验容易成功。家犬的甲状旁腺位于甲状腺的表面，位置比较固定，大多数在两个甲状腺相对应的两端上.家兔的甲状旁腺分布比较散，位置不固定，除甲状腺周围外，有的甚至分布到主动脉弓附近，因此做甲状旁腺摘除实验，应选用家犬而不能选用兔。家兔颈部最粗、白色的为迷走神经，中间最细的为减压神经，较细、呈灰白色的为交感神经，它们是分别存在、独自行
5、走的。而马、牛、猪、犬、猫、蛙等其他动物的减压神经并不单独行走，而是行走于迷走、交感干，或迷走神经之中。因此要观察减压神经对心脏的作用时，就必须选用家兔。家兔胸腔内构造与其它动物不同，胸腔中央由纵膈连于顶壁、底壁及后壁之间将胸腔分为左右两部，互不相通，纵膈由膈胸膜和纵膈胸膜两层纵膈膜组成。肺被肋胸膜和肺胸膜膈开，心脏又被心包胸膜隔开。因此，开胸后打开心包胸膜暴露心脏进行实验操作时，只要不弄破纵隔膜，动物不需要作人工呼吸。猫、狗等其他动物开胸后一定要作人工呼吸，才能进行心脏操作。长爪沙鼠脑底动脉环后交通支缺损，没有联系颈内动脉系统和椎底动脉系统的后交通动脉，不能构成Willis动脉环，是复制
6、脑缺血动脑缺血动物模型的首选动物物模型的首选动物。2充分利用不同品系实验动物存在的某些特殊反应不同种系实验动物对同一因素的反应往往是相似的，即共同性，但也有特殊反应，有特殊性。家兔对体温变化十分敏感发热、解热和检查致热原等实验研究。小鼠和大鼠体温调节不稳定，不宜选用；家兔对放射线十分敏感，发生休克，常选用小鼠、大鼠、犬和猴等。鸽子、家犬、猴和猫的呕吐反应敏感适宜做呕吐实验。家兔、豚鼠等草食动物呕吐反应不敏感，小鼠和大鼠无呕吐反应。豚鼠易于过敏过敏性实验研究。11、年、年龄龄不同品种（品系）的实验动物其寿命各不相同，年龄不同，生物学特性不同，受到外界因素作用时，可呈现不同的反应。如果对
8、而不同品种、品系，其体重有差异。42天Wistar雄性187g雌性166gSD雄性206g雌性172g2、体体重重3、性性别别性别不同，对实验的敏感程度也不同。如用戊巴比妥钠麻醉大鼠，雌性动物的敏感性是雄性动物的2.53.8倍；雌性小鼠对四环素毒素的耐受力低于雄鼠。一般来说，若对实验动物性别无特殊要求，则宜选用一般来说，若对实验动物性别无特殊要求，则宜选用雌雄各半，以避免因性别差异所造成的结果误差。雌雄各半，以避免因性别差异所造成的结果误差。4、生理状况、生理状况动物如果怀孕、哺乳、换毛等，对实验结果影响很大，因此实验不宜选用处于特殊生理状态下的动物进行。家兔有年龄性换
9、毛和季节性换毛，每年的45月和910月为季节性换毛。年龄性换毛有两次，出生100天时第一次，5月龄时第二次。换毛时家兔的抵抗力最差，尤其是第二次年龄性换毛时更差。在实验过程中发现动物怀孕，则体重及某些生理、生化指标均可受到严重影响，有时应将怀孕动物剔除。不同药物或化合物，在不同种系动物上引起的反应不同药物或化合物，在不同种系动物上引起的反应是有很大差异的。这些在选择实验动物时必须加以注意。是有很大差异的。这些在选择实验动物时必须加以注意。实验动物对某些药物反应实验动物对某些药物反应的差异的差异雌激素雌激素能终止大鼠、小鼠妊娠能终止大鼠、小鼠妊娠但不能终止人的妊娠但不能终止人的妊娠吗吗啡
10、啡对犬、兔、猴、大鼠、人对犬、兔、猴、大鼠、人中枢抑制中枢抑制对小鼠、猫有兴奋对小鼠、猫有兴奋安妥明安妥明（降血脂药）使家犬下肢瘫痪（降血脂药）使家犬下肢瘫痪对其它动物无此副作用对其它动物无此副作用鹤草酚鹤草酚（驱虫药）（驱虫药）使家犬失明使家犬失明对猴无此副作用对猴无此副作用苯苯引起家兔白细胞减少引起家兔白细胞减少狗白细胞增多狗白细胞增多苯胺及其衍生物苯胺及其衍生物引起犬、猫、豚鼠与人相似的病理变化变性血红蛋白，引起犬、猫、豚鼠与人相似的病理变化变性血红蛋白，对家兔则不易引起，对鼠则完全不产生。对家兔则不易引起，对鼠则完全不产生。55、品种、品系的不同品种、品系的不同五、
11、经济易获性原则经济易获性原则尽量选用结构与功能简单又能反映研究指标的动物复制动物模型时，在条件允许的情况下，尽量考虑与人相似、进化程度高的动物作模型。但不能因此就认为进化程度越高等的动物其所有器官和功能越接近人类。动脉粥样硬化：非人灵长类，病变部位经常在小动脉，与人类分布不同；鸽子作模型，胸主动脉出现的黄斑面积可达10%，镜下变化与人也较相似。果蝇具有生活史短（12天），饲养简便，染色体少（4对），唾液腺染色体制作容易等优点，是遗传学研究的绝好材料。不应一味追求进化程度高的动物，进化程度高或结构功能复杂的动物有时会给实验条件的控制和实验结果的获得带来难以预料的困难。除了经费开支之外，还会影
14、动物实验方法是多种多样的，在生物医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共性的，如动物的抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、处死等，不管是从事何种课题的生物医学研究都要用这套基本方法。二、动物实验基本技术二、动物实验基本技术第一节第一节实验动物的抓取与固定实验动物的抓取与固定v小鼠v大鼠v豚鼠v兔v犬v猪v蟾蜍v猴一、小鼠抓取固定方法抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤。以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。二、大鼠的抓取固定方法v抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮
15、肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。v大鼠的抓取也可伸开左手之虎口，迅速将拇指、食指插入大鼠腋下，虎口向前，其余三指及掌心握住大鼠身体中段，并将其保持仰卧位，调整左手拇指位置，紧压在下颌骨上，注意不要过紧造成大鼠窒息。v大小鼠的固定：若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上大、小鼠尾静脉注射大、小鼠尾静脉注射三、家兔三、家兔抓取：实验家兔多数饲养在笼内，所以抓取较为方便，一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托其臀部或腹部，让其体重重量的大部分集中在左手上，这样就避免了抓取过程中的动物损伤。注意事项：家兔比较驯服，不会咬人，但脚爪较尖，应
16、避免家兔在挣扎时抓伤皮肤。家兔的固定方法可根据需要而采用：盒式固定，常用作兔耳血管注射、采血或观察兔耳血管变化，兔脑内接种等操作固定；台式固定，常用作兔静脉采血或测量血压、呼吸等实验和技术操作时的固定；架式固定，常用于作热源试验时固定。四、豚鼠四、豚鼠豚鼠胆小易惊，抓取时必须稳、准、迅速。先用手掌豚鼠胆小易惊，抓取时必须稳、准、迅速。先用手掌扣住鼠背，抓住其肩胛上方，将手张开，用手指环握颈部，扣住鼠背，抓住其肩胛上方，将手张开，用手指环握颈部，另一只手托住其臀部，即可轻轻提起、固定。另一只手托住其臀部，即可轻轻提起、固定。五、蟾蜍五、蟾蜍抓取蟾蜍时，可先在蟾蜍体部包一层抓取蟾蜍时，可先在蟾
18、操作人员，一般先将狗嘴绑住。对实验作人员，一般先将狗嘴绑住。对实验用狗，如毕格狗或驯服的狗，绑嘴时用狗，如毕格狗或驯服的狗，绑嘴时操作人员可从其侧面靠近并轻轻抚摸操作人员可从其侧面靠近并轻轻抚摸颈部皮毛，然后迅速用布带绑住狗嘴；颈部皮毛，然后迅速用布带绑住狗嘴；对家养的笨狗或未经驯服的狗，先用对家养的笨狗或未经驯服的狗，先用长柄捕狗狗夹夹住狗的颈部，将狗按长柄捕狗狗夹夹住狗的颈部，将狗按倒在地，再绑嘴。倒在地，再绑嘴。七、猪八、猴饲养人员可以用网罩捕捉笼内饲养的猕猴。方法是以右手持短柄网罩，左臂紧靠门侧，以防笼门敞开时猕猴逃出笼外。右手将网罩塞入笼内，由上而下罩捕。在猕猴被罩到后，应立即将网
20、水擦抹。该法适用于耳朵比较大的兔、狗等动物。(三)针刺法：用七号或八号针头蘸取少量碳素墨水，在耳部、前后肢以及尾部等处刺入皮下，在受刺部位留有一黑色标记。该法适用于大小鼠、豚鼠等。在实验动物数量少的情况下，也可用于兔、狗等动物。(四)化学药品涂染动物被毛法：这种标记方法在实验室最常使用，也很方便。使用的颜料一般有3-5%苦味酸溶液（黄），2%硝酸银（棕黄色）溶液和0.5%中性品红（红色），龙胆紫溶液（紫色）等。标记时用毛笔或棉签蘸取上述溶液，在动物体的不同部位涂上斑点，以示不同号码。编号的原则是：先左后先左后右，从上到下右，从上到下。一般把涂在左前腿上的计为1号，左侧腹部计为2号，左后腿为3号
21、，头顶部计为4号，腰背部为5号，尾基部为6号，右前腿为7号，右侧腰部为8号，右后腿计为9号。若动物编号超过10或更大数字时，可使用上述两种不同颜色的溶液，即把一种颜色作为个数，另一种颜色作为十位数，这种交互使用可编到99号，假使把红的记为十位数，黄色记为个位数，那么右后腿黄斑，头顶红斑，则表示是49号鼠，其余类推。染色法多用于实验周期较短，动物数量不多的情况。这种方法标号简单，动物无疼痛和损伤.。但由于动物之间互相摩擦、舔毛，尿、水浸渍被毛或脱毛，或因日久颜色自行消退等原因，不宜用于长期的实验。此法主要用于大、小鼠、豚鼠和白色家兔。(五)打耳孔法是用专用打孔机直接在动物耳朵上打孔编号,根据打在
22、耳朵上的部位和孔数来区分实验动物的方法。也可用剪刀在动物耳廓上剪缺口的方法用剪刀在动物耳廓上剪缺口的方法。进行上述操作时，动物要进行局部麻醉，打孔后打孔部位要进行消毒。(六)耳标法将带有号码的金属耳标于耳根部刺透固定,动物可永久性携带。（七)电子芯片法目前国际比较流行的永久性标记法，在动物的颈背部皮下埋入预先编好号码的微型集成电路片，用特种读取数据的装置进行鉴别，方便读取。可同时读出动物的编号和体温。猫、狗、鼠、宠物貂、金龙鱼、鲑鱼、马、兔子等（八）纹身法：使用电动加墨器在动物耳内侧无血管的部位、前胸被毛较少的部位或尾上印上墨汁，可终身标记。二、分组1.分组的原则：动物分组应按随机分配随
24、手段或药物；阴性对照组：与实验组采用同样的方法进行处理，但并不采用实验所要求的药物或手段（如假手术或注射生理盐水）；空白对照组：不给任何处理。第三节第三节实验动物的麻醉方法实验动物的麻醉方法为了保障实验动物的安全，消除实验过程中所致的疼痛和不适感觉，满足动物福利的要求，确保实验顺利进行就要对动物进行麻醉。麻醉：表示知觉/感觉丧失。感觉丧失可以是局部性的，即体现在身体的某个部位，也可以是全身性的，即体现为病人全身知觉丧失，无意识。（一）动物的麻醉方法:全身麻醉和局部麻醉1全身麻醉（1）吸入法气体吸入麻醉的优点优点是：动物进入麻醉快，苏醒快，容易控制麻醉深度，安全性好。动物的发病率和死亡
26、药总量的2/3，密切观察动物生命体征的变化，如已达到所需麻醉的程度，余下的麻醉药则不用，避免麻醉过深抑制延脑呼吸中枢，导致动物死亡。2.动物局部麻醉方法：局部麻醉（localanaesthesia）是应用局部麻醉药暂时阻断身体某一区域的神经传导而产生麻醉作用，简称局麻。局麻简便易行，安全性大，能保持动物清醒，对生理功能干扰小，并发症少。适用于较表浅局限的中小型手术。局部麻醉包括表面麻醉，局部侵润麻醉，区域麻醉，神经阻滞。（二）、常用的麻醉药（二）、常用的麻醉药1.常用局部麻醉剂。普鲁卡因，此药毒性小，见效快，常用于局部浸润麻醉，用时配成0.51溶液；利多卡因，此药见效快，组织穿透性好，常用0
29、（urethane）又名乌拉坦、乌来糖。可导致较持久的浅麻醉，对呼吸无明显影响。常用于免、猫、狗、蛙等动物。氨基甲酸乙酯对兔的麻醉作用较强，是家兔急性实验常用的麻醉药。对猫和狗则奏效较慢，诱发大鼠和兔产生肿瘤，需长期存活的慢性实验动物最好不用它麻醉。本药易溶于水，使用时可配成20%25%的溶液。优点：价廉，使用简便，安全范围大，一次给药可维持4-5h，且麻醉过程较平稳，动物无明显挣扎现象。缺点：苏醒慢，麻醉深度和使用剂量较难掌握。麻醉成功标志麻醉成功标志角膜反射迟钝角膜反射迟钝或消失或消失肢体肌肉松弛肢体肌肉松弛疼痛反射消失疼痛反射消失呼吸变深变慢呼吸变深变慢三、使用全身麻醉剂的注意事项三、
30、使用全身麻醉剂的注意事项1麻醉剂用量。使用麻醉剂除参照一般标准外，还应考虑个体对药物的耐受性。一般说，衰弱和过胖的动物，其单位体重所需剂量较小，在使用麻醉剂过程中，随时检查动物的反应情况。2动物在麻醉期体温容易下降，要采取保温措施。保温的方法有，电褥、台灯照射等。3静脉注射必须缓慢，配制的药液浓度要适中不可过高。同时观察肌肉紧张、角膜反射和对皮肤夹捏的反应。4在寒冷冬季做慢性实验时，麻醉剂在注射前应先加热至动物体温水平。第四节第四节动物除毛和给药的方法动物除毛和给药的方法一、除毛方法1.剪毛法。将动物固定后，先用蘸有水的纱布把被毛浸湿，再用剪毛剪紧贴皮肤剪去被毛。给犬、羊等动物采血常用此法。
31、2.拔毛法。用拇指和食指拔去被毛的方法。在兔耳缘静脉注射或尾静脉注射时常用此法。3.剃毛法。剃毛法是用剃毛刀剃去动物被毛的方法。如动物被毛较长，先要用剪刀将其剪短，再用刷子蘸温肥皂水将剃毛部位浸透，然后再用剃毛刀除毛。本法适用于暴露外科手术区。4.脱毛法。脱毛是指用化学脱毛剂将实验动物被毛脱去，适用于无菌手术的准备以及观察动物皮肤血液循环和病理变化。方法：首先将被毛剪短，然后用棉球蘸取脱毛剂，在所需部位涂一薄层，23min后用温水洗去脱落的被毛，用纱布轻轻擦干备用，小心不要损伤皮肤。常用的脱毛剂配方：（1）硫化钠3g、肥皂粉1g、淀粉7g，加水适量调成糊状。（2）硫化钠8g、淀粉7g、糖4g、
32、硼砂1g,加水75ml。（3）硫化钠8g,溶于100ml水中以上三种配方适合于家兔、大鼠、小鼠等小动物的脱毛。（4）硫化钠10g、生石灰15g，溶于100ml水中，此配方适用于犬等大动物的脱毛。纯硫化钠为无色结晶粉末。吸潮性强，易溶于水。水溶液呈强碱性反应。触及皮肤和毛发时会造成灼伤，对皮肤和眼睛有腐蚀作用，故硫化钠俗称硫化碱。受撞击或急速加热可发生爆炸。遇酸分解，放出剧毒的易燃气体。该品在胃肠道中能分解出硫化氢，口服后能引起硫化氢中毒。二、给药方法二、给药方法在动物实验中，需将药物通过一定的途径给入到动物体内，才能观察实验动物对药物的反应。给药的和是多种多样的，可以根据实验目的，实验动物种类
33、、敏感途径和药物类型等情况而定。注射给药注射给药:皮下、皮下、皮内、皮内、肌肉、肌肉、腹腔、腹腔、静脉静脉经口给药经口给药:口服口服、灌胃、灌胃呼吸给药：粉尘呼吸给药：粉尘、气雾、气雾皮肤给药：涂抹皮肤给药：涂抹其他方法：脊髓腔、脑内、关节腔、直肠其他方法：脊髓腔、脑内、关节腔、直肠1.注射给药法（1）皮下注射：皮下注射较为简单，一般选取背部皮下及后肢皮下。注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，右手持注射器将针头刺入，把针尖轻轻向左右摆动，容把针尖轻轻向左右摆动，容易摆动则表明已刺入皮下，然后注射药物易摆动则表明已刺入皮下，然后注射
34、药物，拔针时，轻拔针时，轻按针孔片刻，以防药液逸出。按针孔片刻，以防药液逸出。（2）皮内注射：此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器细针头，紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。注射后因局部皮肤注射后因局部皮肤缺血，在注射部位可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘，为缺血，在注射部位可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘，为防止药液外溢，最好使用棉签轻按片刻。防止药液外溢，最好使用棉签轻按片刻。（3）肌肉注射：当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射
35、。肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位。如猴、狗、猫、兔可注入两侧臀部或股部肌肉。大鼠、小鼠、豚鼠因其肌肉较小，不常作肌肉注射，如需肌注，可注射入大腿外侧肌肉大腿外侧肌肉。用56号针头注射，小鼠每腿不超过入0.1ml。为防止药物进人血管，注药液之前要回抽针栓，如无回血则可注药，注射完毕后用手轻轻按摩注射部位，帮助药物吸收。（4）腹腔注射：先将动物固定，腹部用酒精棉球擦拭消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5cm，再使针头与皮肤呈45角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。液。此法在大小鼠使用较多。（5
36、）静脉注射：是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速发挥效用。1.小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内，用75酒精棉球反复擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化。以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。开始注射时宜少开始注射时宜少量缓注，如无阻力，表示针头已进入静脉，这时用左手指量缓注，如无阻力，表示针头已进入静脉，这时用左手指将针和尾一起固定起来，便可进行注射。将针和尾一起固定起来，便可进行注射。如有白色皮丘出现，说明未穿
37、刺入血管，应重新向尾如有白色皮丘出现，说明未穿刺入血管，应重新向尾部方向移动针头再次穿刺。部方向移动针头再次穿刺。如需反复注射，尽量从尾的末端开始。一次的注射量为0.10.2ml/10g体重。2.兔的静脉注射：一般采用外耳缘静脉。将兔置固定盒内或由助手固定好动物，操作者将注射部位的毛拔去并用酒精棉轻轻擦拭耳部外缘，静脉即明显可见。先由耳尖部静脉注射，若失败，再逐步向耳根移动重新注射。注射完毕抽出针头时，应压迫针孔，避免出血。75%酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近心端，拇指绷紧远心端。右手从静脉的远端刺入血管，移动拇指于针头上固定，放开食指、中指，将药液注入。3.豚
38、鼠的静脉注射：耳缘静脉注射、跖静脉注射、舌下静脉注射。4.犬的静脉注射：前肢外侧皮下头静脉：位于前脚爪的上方背侧的正前位。后肢外侧的小隐静脉：位于后肢胫部下三分之一的外侧浅表皮下，由前侧方向后行走。注射部位除毛后，在静脉血管的近心端用橡皮带扎紧，使血管充盈，从静脉的远心端将注射针头平行血管刺入，回抽注射器针栓，如有回血，即可放开橡皮带，将药液缓缓注入。几种动物不同给药途径的常用注射量（毫升）注射途径注射途径小鼠小鼠大鼠大鼠豚鼠豚鼠兔兔狗狗腹腔腹腔0.2-1.01-32-55-105-15肌肉肌肉0.1-0.20.2-0.50.2-0.50.5-1.02-5静脉静脉0.2-0.51-21-53-
39、105-15皮下皮下0.1-0.50.5-1.00.5-21.0-3.03-102.经口给药法（1）口服法：把药物放入饲料或溶于饮水中让动物自动摄取。此法优点在于简单方便，缺点是不能保证剂量准确。一般适用于对动物疾病的防治或某些药物的毒性实验，制造某些与食物有关的人类疾病动物模型。二乙基亚硝胺（DEN）诱发大鼠肝癌；黄曲霉素诱发大鼠肝癌：每日饲料中含0.0010.015ppm，混入饲料中喂6个月后，肝癌诱发率达80%。（2）灌胃法：灌胃法是用灌胃器灌胃器将所应投给动物的药灌到动物胃内。灌胃器由注射器注射器和特殊的灌胃针灌胃针构成或直接采用灌胃管灌胃管。灌胃针的尖端焊有一小圆金属球，金属球为中空
40、的。焊金属球的目的是防止针头刺入气管或损伤消化道。针头金属球端弯曲成20左右的角度，以适应口腔、食道的生理弯曲度走向。鼠类的灌胃法：用左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口腔插入，压迫鼠的头部，使口腔与食道成一直线，将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食道，可感到轻微的阻力，此时可略改变一下灌胃针方向，以刺激引起吞咽动作，顺势将药液注入。一般灌胃针插入小鼠食道深度为34cm，大鼠或豚鼠为46cm。常用常用灌胃量灌胃量小鼠为小鼠为0.21ml，大鼠14ml，豚鼠15ml。注意在插入以后如果针注意在插入以后如果针头不在食管内，则动物剧烈挣扎，此头不在食管内，则动物剧烈挣扎，此时应拔出重新操作。时应拔出重新
41、操作。一篇博士生论文，讲的是用中药汤剂，治疗裸鼠移植性肿瘤。具体方法为，每次3ml灌胃，每天3次，10天后肿瘤体积减少，得出结论为治疗有效。成年小鼠一般体重40g，胃容量，一天的量为9ml。40kg人，每天得喝9L汤药。小鼠肯定痛苦不堪，迅速消瘦，肿瘤细胞较正常组织对营养的依赖更大，变小是肯定的，但不是汤药的作用，是“饥饿疗法”的结果。家兔灌胃用开口器及灌胃器家兔灌胃用开口器及灌胃器一次灌胃量：80-100ml灌胃管：14号导尿管犬灌胃方法犬灌胃方法一次灌胃量：200-250ml猪灌胃方法猪灌胃方法3.其他途径给药方法（1）呼吸道给药：粉尘型药或喷雾使用的药物或需要通过气溶胶感染
42、的方式进行微生物感染动物实验时，需要呼吸道给药。如实验时给动物做乙醚吸入麻醉、用锯末烟雾制作慢性气管炎动物模型等，特别在毒理学实验中应用较广泛。（2）皮肤给药：为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药方法。如兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定的药液涂在皮肤上，观察药液经皮肤吸收的反应。三、三、实验动物用药量的确定及计算方法实验动物用药量的确定及计算方法观察一种药物对实验动物的作用时，一个重要的问题观察一种药物对实验动物的作用时，一个重要的问题就是给动物用多大的剂量较合适。剂量太小，作用不明显，就是给动物用多大的剂量较合适。剂量太小，作
43、用不明显，剂量太大，又可能引起动物中毒致死。剂量太大，又可能引起动物中毒致死。1、动物给药量的确定、动物给药量的确定（1）先用少量小鼠粗略地探索中毒剂量或致死剂量先用少量小鼠粗略地探索中毒剂量或致死剂量,然然后用小于中毒量的剂量，或取致死量的若干分之一作为应后用小于中毒量的剂量，或取致死量的若干分之一作为应用剂量，一般可取用剂量，一般可取1/101/5。（2）确定剂量后，如第一次用药的作用不明显，动物也没有中毒的表现,可以加大剂量再次实验。如出现中毒现象，作用也明显，则应降低剂量再次实验。在一般情况下，在适宜的剂量范围内，药物的作用常随剂量的加大而增强。所以有条件时，最好同时用几个剂量作实验
44、，以便迅速获得关于药物作用的较完整的资料。如实验结果出现剂量与作用强度之间毫无规律时，则更应慎重分析。（3）用大动物进行实验时,为防止动物中毒死亡,开始的剂量可采用鼠类的1/151/2,以后可根据动物的反应调整剂量。（44）确定动物给药剂量时，要考虑动物的年龄和体质，一）确定动物给药剂量时，要考虑动物的年龄和体质，一般来说确定的给药剂量是成年动物的剂量，如是幼龄动物，般来说确定的给药剂量是成年动物的剂量，如是幼龄动物，剂量应减少。剂量应减少。犬：犬：66月月11份药量份药量336月月1/2份份4545日日8989日日1/41/4份份2020日日44日日1/8份份1010
45、19日日1/16份份（55）确定动物给药剂量时，要考）确定动物给药剂量时，要考虑因给药途径不同，所用剂量也虑因给药途径不同，所用剂量也不同。不同。口服量口服量100100皮下注射量皮下注射量30305050肌肉注射量肌肉注射量20203030静脉注射量静脉注射量25252、用药量换算方法用药量换算方法(1)人与动物对同一药物耐受性不同，一般动物的耐受性要比人大，单位体重的用药量动物比人要高。必须将人的用药量换算成动物的用药量。一般可按下列比例换算：人用药量：1小鼠、大鼠：2550兔、豚鼠：1520狗、猫：510以上系按单位体重口服用药量换算。如给药途径为静脉、皮下
46、、腹腔注射，换算比例应适当减小些。举例：举例：一个成年人按60kg体重，口服药物需12ml；200g大鼠灌胃量为多少？126020010000.04ml0.04（25-50）=1-2ml按动物体表面积计算的方法:人的体表面积跟体重有关系,动物的体表面积也与体重有关系。动物的用药量可以通过体表面积进行换算，Meeh-Rubner公式如下：AK（W2310000）A体表面积，m2W=体重，K=常数：小鼠、大鼠小鼠、大鼠9.1,豚鼠豚鼠=9.8,家兔家兔=10.1,猫猫=9.8,犬犬=11.2,猴猴11.8,人人10.6,举例举例:试计算体重1.5kg家兔的体表面积？A=10.1(15002
47、/3/10000）计算得A0.1324m2举例举例:某药物大鼠灌胃的剂量为250mg/kg,试估计狗灌胃计量？一般大鼠的体重为200g,狗体重按10kg：A大鼠=9.1(2002/3/10000)=0.0311m2A狗11.2(100002/3/10000)=0.5198m2大鼠250mg/kg的剂量换算成mg/m2:250200/1000/0.0311=1608mg/m21608mg/m20.5198m2=835.8mg(10kg狗的灌胃量）835.8mg10kg84mg/kg(换算成mg/kg).第五节第五节实验动物的采血法实验动物的采血法实验研究中，经常
48、要采集实验动物血液进行常规质量检测、细胞学实验或生物化学分析，故必须掌握正确的采集血液的技术。采血方法的选择，主要由实验目的和所需血量及动物种类决定。采血对机体的影响4血糖水平、皮质类固醇激素、催乳激素、肾上腺素、生长激素、胰岛素、血管紧张肽酶原和血清酶类。4低于10的血量丧失，动物通常无明显临床症状；15-20的血量丧失动物出现动脉压和心血输出量下降；血液进一步丧失，则心输出量、血压和组织灌流量均下降，严重时发展为失血性休克，甚至威胁生命。4介入性采血对动物的影响不仅是血容量的丧失，血液丧失的比率、采血位置和方法、技术人员的熟练程度、麻醉的种类、动物的年龄和性别、动物的营养和健康状况均
49、为重要因素。采血量10-10规则，实际上，大多数动物的血容量不到体重的10；一般单次采血量不高于全身血容量的10，短期的反复采血（间隔24h)，每次采血量不宜超过全血量的1，每周采血8，其血红蛋白需数周才能恢复至正常浓度。200g大鼠，按7.4，全血容量14.4ml，单次采血1.4ml是安全的，反复采血每次不宜超过0.14ml。动物采血量的确定在一项猴动物实验中，要求每次采血10ml/次，一周3次，连续3月。这点血对人来说不算什么，对4kg的猴是不可以的。4kg的猴血量大致350ml，算一算就知道为什么不行了。施新遒主编医用实验动物学一、大鼠、小鼠的采血方法一、大鼠、小鼠的采血方法1.
50、1.尾部采血尾部采血尾侧静脉采血尾侧静脉采血：大鼠，0.5-1ml大鼠置固定器中-以手指、橡胶绳或曲别针对位根部施压-采血部位消毒-以空针刺入侧面尾静脉-放开止血带、血液流出（去除针头的空针连接口让血液自然流出可减少溶血-拔出针头、纱布止血腹侧尾动脉采血：11.5ml大鼠置固定器中或乙醚麻醉-背侧卧-用手压住距尾尖5cm处至动脉清晰可见-在按压手指前1-2cm处进针-采血后纱布按压止血尾静脉切口采血尾静脉切口采血：小鼠、大鼠，固定器固定，在距尾尖1cm处消毒后，以刀片在尾侧面切口可取少量血液，通常轻压即可止血。剪尾采血剪尾采血：固定器固定，将尾尖剪去约5mm，从尾根部向尾尖部按摩，血即从
51、断端流出。用此法每只鼠可采血10余次。小鼠可每次采血约小鼠可每次采血约0.1ml0.1ml，大鼠约，大鼠约0.4ml0.4ml。需血量很少时常用本法，如做红、白细胞计数、血红蛋白测定、制作血涂片等可用此法。注意：以上方法在采血前以温水加热几分钟，均可促进血液流出。2.眼眶后静脉丛采血眼眶后静脉丛采血：穿刺采用毛细管。左手拇指及食指抓住鼠两耳之间的皮肤使鼠固定，并轻并轻轻压迫颈部两侧，轻压迫颈部两侧，使眼球充分外突。右手持取血管，将其尖端插入内眼角与眼球之间内眼角与眼球之间，刺入Tenon筋膜，然后由鼻侧眼眶平行地对喉头喉头方向推进，深约4-5mm，到达后眼眶静脉丛，血液自然进入吸管内。采血结束
52、后，拔出取血管，放松左手，出血即停止。用本法在短期内可重复采血。小鼠一次可采血0.20.3ml，大鼠一次可采血0.51.0ml。3.颈颈(股股)静脉或颈静脉或颈(股股)动脉采血：动脉采血：鼠经麻醉后，做颈静脉或颈动脉分离术，用注射器抽出所需血量；剪开腹股沟处皮肤，即可看到股静脉，把此静脉剪断或用注射器采血即可，股动脉较深需先剥离，再采血。4.摘眼球采血：摘眼球采血：用左手固定动物，压迫眼球，尽量使眼球突出，右手用镊子或止血钳迅速摘除眼球，眼眶内很快流出血液。5.心脏采血：小鼠少用，可用于大鼠一次性（开胸）或多次采血（不开胸）。6.肝门静脉、腹主动脉采血最好先将动物麻醉，仰卧固定在手术台上，从
53、腹正中线皮肤切开腹腔，使门静脉或腹主动脉清楚暴露，用注射器吸出血液。或用无齿镊子剥离结缔组织，夹住动脉近心端，用尖头手术剪刀，剪断动脉，使血液喷入容器。二、豚鼠采血方法二、豚鼠采血方法1.耳缘剪口采血将耳消毒后，用锐器（刀或刀片）割破耳缘，在切口边缘涂抹20%柠檬酸钠溶液，阻止血凝，则血可自切口自动流出，进入容器。此法能采血0.5ml左右。2.心脏采血。用手指触摸，选择心跳最明显的部位，把注射针刺入心脏，血液即流入针管。心脏采血时所用的针头应细长些，以免发生采血后穿刺孔出血。3.股动脉采血三、兔的采血方法三、兔的采血方法1.耳缘静脉采血。将兔固定，拔去耳缘静脉局部的被毛，消毒，用手指轻弹兔耳，
55、、犬的采血方法1.后肢外侧小隐静脉采血。后肢外侧小隐静脉位于后肢胫后肢外侧小隐静脉采血。后肢外侧小隐静脉位于后肢胫部下三分之一的外侧浅表皮下，由前侧方向后行走。采血部下三分之一的外侧浅表皮下，由前侧方向后行走。采血时，将动物固定，局部剪毛、消毒，采血者左手紧握剪毛时，将动物固定，局部剪毛、消毒，采血者左手紧握剪毛区上部或扎紧止血带，使下部静脉充血，右手用连有区上部或扎紧止血带，使下部静脉充血，右手用连有6号或号或7号针头的注射器刺入静脉，左手放松，以适当速度抽血即号针头的注射器刺入静脉，左手放松，以适当速度抽血即可。可。2.前肢背侧皮下头静脉采血。前肢背侧皮下头静脉位于前前肢背侧皮下头静脉采血
56、。前肢背侧皮下头静脉位于前脚爪的上方背侧的正前位。采血方法同上。脚爪的上方背侧的正前位。采血方法同上。3.股动脉采血本法为采取狗动脉血狗动脉血最常用的方法。稍加以训练的狗，在清醒状态下将狗卧位固定于狗解剖台上。伸展后肢向外伸直，暴露腹股沟三角动脉搏动的部位，剪去毛。用碘酒消毒。左手中指、食指探摸股动脉跳动部位，并固定好血管，右手取连有5（1/2）号针头的注射器，针头由动脉跳动处直接刺入血管，若刺入动脉一般可见鲜红血液流入注射器，有时还需微微转动一下针头或上下移动一下针头，方见鲜血流入。待抽血完毕，迅速拔出针头，用干药棉压迫止血23分钟。最大安全采血量与最小致死采血量动物种类最大安全采血量(
61、止。第八节动物实验后废弃物的无害化处理废弃物主要包括污水、污物、动物尸体无害化处理1.污水无害化处理动物实验室的污水主要来自动物的尿粪液、笼器具洗刷、废弃的消毒液、实验中废弃的试剂液。应有相对独立的污水初级处理设备或化粪池，污水经处理并达到GB8978二类一级标准要求后可排入市政废水处理系统。感染动物实验室产生的废水，必须先彻底灭菌后（化学处理或加热高压灭菌）方可排出。2.污物无害化处理（1）废垫料：多以掩埋或焚烧；感染性物质污染垫料，经灭菌后再以掩埋或焚烧处理；具有放射性物质垫料，用印有“放射性物质标志”的塑胶袋包装，贮存于特定容器和场所，再由专人收集处理。（2）一次性工作服、口罩、
62、帽子、手套及实验废弃物等应按医院污物处理规定进行无害化处理；注射针头、刀片等锐利物应收集到利器盒中集中处理。（3）感染性动物实验所产生的废弃物须先进行高压灭菌后在处理。原则：专人管理和处理、分类收集。3.动物尸体无害化处理（1）动物尸体及组织应装入专用尸体袋中存放于尸体冷藏柜或冰箱中，集中做处理。（2）感染动物尸体及组织须经高压灭菌后传出实验室再作相应处理。（3）如实验过程中怀疑受试动物是因其他疾病死亡，应及时查明原因，动物尸体待消毒处理后装入专用尸体袋中，冷冻存放，统一处理和焚烧。第九节第九节动物实验中应注意的问题动物实验中应注意的问题一、数据记录一、数据记录原始记录的真实、可靠性。做到
63、这一点需要动物分组后的清晰标记；规范的工作记录程序；记录书写的清晰易辨。实验数据表格化。为了便于识别、归类、处理和分析，根据实验要求编制出数据记录表格，使数据排列一目了然，为以后的数据处理打好基础。二、实验条件的维持二、实验条件的维持环境条件：温度、相对湿度、换气次数、噪声、光照度和洁净度。饲养管理条件：适时更换垫料、充足的食水、全价营养饲料和健全的洗刷消毒制度。异地实验条件：注意使用相匹配的运输工具和异地实验场所的环境维持。三、动物实验的描述三、动物实验的描述在动物实验报告和论文的撰写过程中，除了遵在动物实验报告和论文的撰写过程中，除了遵循一般实验报告和论文的撰写格式要求外，还要注循一般
66、物使用BALB/c小鼠，清洁级动物，合格证小鼠，清洁级动物，合格证号冀医动管字号冀医动管字04059号，由河北医科大学实验动物学部提供，号，由河北医科大学实验动物学部提供，共共30只，雌雄各半，体重只，雌雄各半，体重1618g，全部实验在清洁动物实，全部实验在清洁动物实验室进行，清洁动物实验室合格证号：冀医动管字验室进行，清洁动物实验室合格证号：冀医动管字04032号。号。AcallfortransparentreportingtooptimizethepredictivevalueofpreclinicalresearchNature.2012Oct11;490(7419):187191WidespreaddeficienciesinmethodsreportingAreviewof100articlespublishedinCancerResearchin2010revealedthatonly28%ofpapersreportedthatanimalswererandomlyallocatedt